DOI: http://dx.doi.org/10.18273/revion.v28n2-2015002
Alberto I. Oscanoa Huaynate*; Gheraldine A. Ynga Huamán; Iliana L. Chang Ávila;
Carla P. Aguilar Samanamud
Laboratorio de Biotecnología Acuática, Área Funcional de Investigaciones en Acuicultura, Dirección General
de Investigaciones en Acuicultura, Instituto del Mar del Perú (IMARPE), Esquina Gamarra y General Valle S/N
Chucuito, Callao, Perú.
Fecha Recepción: 31 de marzo de 2015
Fecha Aceptación: 19 de junio de 2015
Debido a la gran facilidad con que las microalgas pueden capturar el CO2 del medio ambiente, resulta interesante evaluar la cantidad y tiempo de ingreso de éste a los cultivos masivos, con la fi nalidad de aumentar la densidad celular. El objetivo del presente estudio fue evaluar los tiempos de inyección del mencionado gas, durante la producción de biomasa que conlleve a una mayor densidad celular, evaluando además, la variación del pH sin alterar la calidad del cultivo. A partir de seis cepas obtenidas del Banco de Germoplasma del Instituto del Mar del Perú, se realizaron cultivos tipo batch de 300L en invernadero, el tiempo de cultivo de la fase exponencial donde se realizaron las pruebas fue de tres días. Los datos se procesaron mediante el análisis del parámetro pendiente de la regresión lineal. Los resultados mostraron que la densidad celular es inversamente proporcional al tiempo de inyección de CO2 al cultivo. La mayor densidad celular, en las diferentes cepas, se obtuvo a los 5min, excepto para las cepas Chaetoceros gracilis y Nannochloris maculata, las cuales obtienen la mayor densidad a los 10 y 15min, respectivamente. La variación de pH tendió hacia la acidez, en un rango de 8 a 4, sin alterar la densidad celular, por el contrario, los cultivos permanecieron libres de contaminantes. En conclusión, los resultados permiten establecer tiempos adecuados de inyección del CO2, los cuales fortalecen la fase de crecimiento exponencial aumentando la densidad poblacional en un 30% sobre lo establecido en esta fase.
Palabras clave: microalgas, densidad celular, CO2, cultivo masivo.
As microalgae can capture CO2 easily from the environment, it is interesting to measure the amount and time control of the entry of this gas into microalgae mass culture, in order to increase cell density. The aim of this study was to evaluate the injection times of CO2 for biomass production that may lead to a higher cell density, it was also evaluated the pH variation without altering the quality of the crop. The work was made with six strains from the Germplasm Bank of the Instituto del Mar del Perú. There were performed cultures like 300L batch in a greenhouse, the cultivation time of the exponential phase lasted three days. The slope of the regression line parameters was analyzed to process data. The results showed that the cell density is inversely proportional to CO2 injection time cultivation. The higher cell density was obtained after 5min in different strains, except for strains Chaetoceros gracilis and Nannochloris maculate. Those microalgae got the highest density at 10 and 15min, respectively. The variation of pH tended toward acidity in a range from 8 to 4, without altering the cell density and the cultures remained free of contaminants. In conclusion, the results can establish the appropriate times of CO2 injection, which strengthen the exponential growth phase by increasing population density in 30% over the usual results of this phase.
Keywords: microalgae, cell density, CO2, massive culture.
Devido à facilidade com a qual as microalgas podem capturar CO2 do meio ambiente, é interessante avaliar a quantidade e o tempo da entrada deste no cultivo massivo, a fim de acrescentar a densidade celular. O objetivo deste estudo foi avaliar o tempo de injeção do referenciado gás na produção de biomassa que leva a uma maior densidade celular, avaliando a variação do pH sem prejudicar a qualidade do cultivo. A partir de seis linhagens obtidas do Banco de Germoplasma do Instituto del Mar del Perú, realizaram-se cultivos do tipo batch de 300L em casa de vegetação, o tempo de cultivo da fase exponencial, onde foram realizados os testes, foi de três dias. Os dados foram processados através da análise do parâmetro de inclinação da regressão linear. Os resultados mostraram que a densidade de células tem uma relação negativa com o tempo de injeção de CO2 no cultivo. A maior densidade celular obtida nas diferentes linhagens foi depois de 5min, exceto para as linhagens Chaetoceros gracilis e Nannochloris maculata, as quais alcançam maiores densidades aos 10 e 15min, respectivamente. A Variação do pH tendeu a ser ácido, na gama de 8 a 4, sem alterar a densidade de células, no entanto, os cultivos permaneceram livre de contaminantes. Em conclusão, estes resultados permitem estabelecer tempos adequados para a injeção de CO2, que reforçam a fase de crescimento exponencial acrescentando a densidade populacional num 30% sobre o estabelecido nesta fase.
Palabras-chave: microalgas, densidade celular, CO2, cultivo massivo.
Cita: Oscanoa Huaynate AI, Ynga Huamán GA, Chang Ávila IL, Aguilar Samanamud CP. Impacto del CO2 sobre la densidad celular en seis cepas de microalgas marinas. rev.ion. 2015;28(2):23-32.
El calentamiento global es un gran y serio problema
ambiental, como consecuencia principalmente de
los gases del efecto invernadero como el metano,
ozono troposférico, clorofluorocarbonatos y
principalmente el dióxido de carbono (CO2), que en
los últimos años la concentración en la atmósfera
ha ido en aumento, convirtiéndose así, en uno
de los principales gases que componen el efecto
invernadero (GEI), por ello su mitigación y utilización
se ha estudiado de manera considerable [1].
En la actualidad, la reducción del uso de
combustibles fósiles, la promoción de captura
y secuestro del CO2 (mitigación biológica o
biofijación) parecen ser la forma más viable
de paliación [2]. La mitigación biológica, que
consiste en convertirlos en materia orgánica
[3,4], se consigue a través de la fotosíntesis de
las plantas terrestres y un enorme número de
microorganismos fotosintéticos. Se sabe, que las
plantas contribuyen con una reducción de sólo el
3-6% de las emisiones globales [3]. Sin embargo,
las microalgas que representan alrededor del
0,5% de la biomasa global, presentan ventajas
tales como altas tasas de crecimiento, eficiencia
fotosintética y elevada producción de biomasa
comparada con otros cultivos terrestres [5,6]
pueden llegar a producir alrededor del 70%
del oxígeno neto en la tierra, por lo que se ha
considerado de 10 a 50 veces más eficientes en
fijación de CO2 que las plantas terrestres [1,7-11].
Los cultivos de microalgas han sido propuestos
desde hace más de cincuenta años como fuente
de combustibles renovables para reducir el efecto
del calentamiento global [12]. Esto motivó que
desde mediados de los años 70 el Departamento
de Energía de los Estados Unidos de América
(DOE) financiase proyectos de investigación,
centrados en la producción de combustibles a partir
de microalgas, comenzando con la producción
de microalgas y su posterior transformación en
biogás y biodiésel, también se ha financiado una
red internacional sobre biofijación de CO2 con
microalgas [13-15] y se han financiado proyectos
basados en el empleo de fotobiorreactores cerrados
[16] incluyendo el empleo de fibra óptica [17].
En Europa, se financiaron proyectos de
investigación como el "Aquafuels" o el
"Enerbioalgae". Mediante el primero se elaborar
informes de las diversas iniciativas europeas
llevadas a cabo en materia de producción de
biocombustibles de microalgas y se ha tenido en
cuenta el análisis de ciclo de vida considerando
aspectos medioambientales, económicos y de
sostenibilidad. El proyecto "Enerbioalgae" tuvo
como finalidad el aprovechamiento y depuración
de aguas residuales, urbanas e industriales a la
vez que la depuración de gases de combustión
mediante microalgas. Otro proyecto fue "ALLGAS"
coordinado por Aqualia S.A. implicó el
acoplamiento entre el tratamiento de aguas
residuales, la captura de CO2 de gases de
combustión y la producción de biomasa de
microalgas con fines energéticos, suponiendo uno
de los mayores retos tecnológicos actuales en
este campo. En Japón se llevó a cabo el proyecto
"Research Innovative Technologies of the Earth"
(RITE) sobre la biofijación de CO2 con microalgas
[18,19]. También, en Japón, la "Mitsubishi Heavy
Industries" ha financiado proyectos [20].
Muchas investigaciones, concluyen que las
microalgas son las más adecuadas para la
fijación de CO2, porque son los únicos organismos
capaces de adaptarse a ambientes cambiantes de
condiciones climáticas (temperatura, pH, salinidad,
etc.) pudiendo incluso soportar condiciones
extremas y utilizando altas concentraciones de CO2,
a diferencia de los cultivos vegetales terrestres.
Las microalgas mejoran su productividad con el
aumento de la concentración de CO2 por encima de
la concentración atmosférica (hasta cierto límite)
[21]. Ciertas investigaciones han demostrado que
las microalgas pueden fijar CO2 de lugares con
concentraciones 1000 veces más altas que las
ambientales, lo cual podría ser útil para controlar
los altos niveles de CO2 industriales [22]. Sin
embargo, la tasa de inyección y la transferencia
eficiente del CO2 al medio de cultivo junto con la
temperatura y la intensidad de luz son los mayores
factores que influyen en la asimilación fotosintética
del carbono [23,24].
Al realizar cultivos solo con el CO2 presente en el
aire (0,036%v) se obtienen bajas productividades,
por lo tanto la solución a este déficit es inyectar
CO2, para obtener un buen crecimiento [25-30].
Los estudios realizados con diferentes microalgas,
evidencian la eficiencia de captura de CO2, hasta del
80% a 99%, que pueden alcanzarse en condiciones
óptimas y tiempos cortos de residencia del gas,
pero puede variar según el estado fisiológico
[31]. Se ha reportado para algunas especies,
tolerancia a concentraciones máximas de CO2
(%), por ejemplo: Cyanidium celdanum (100%),
Scenedesmus sp. (80%), Chlorococcum littorale
(60%), Synechococcus elongates (60%), Euglena
gracilis (45%), Chlorella sp. (40%), Eudorine sp.
(20%), Dunaliella tertiolecta (15%), Nannochloris
sp. (15%), Chlamydomonas sp. (15%), Tetraselmis
sp. (14%) y otras del genero Nannochloropsis,
Chlorella, Scenedesmus, Phaedodactylum,
Synechocystis y Spirulina, también mostraron
tolerancia hasta un 40% [9,32-34].
Sin embargo, para la especies citadas
anteriormente, los mejores rendimientos y
productividades se han obtenido con la inyección
directa de 5 o 15%v de CO2 a una velocidad de
0,025vvm (volumen de aire por volumen de trabajo
por tiempo), lo óptimo es realizar inyecciones
a bajas concentraciones y cortos intervalos de
tiempo (por ejemplo 6g/100mL cada 15min), o
inyectar altas concentraciones pero a intervalos de
tiempo mayores (18g/100mL cada 60min) [35,36];
bajo estas condiciones se han logrado incrementar
la productividad de biomasa en un 30% y los
rendimientos de biomasa hasta tres veces más
[37,38].
Actualmente, se siguen impulsando proyectos
dirigidos a utilizar microalgas para la eliminación
de CO2 de gases de combustión, además se busca
optimizar la velocidad de fijación de CO2 mediante
selección de cepas adecuadas y la inyección
mezclada con el aire. En países en desarrollo como
el Perú, se están dando los primeros pasos para
una producción masiva de microalgas con fines
energéticos (obtención de biodiésel) y alimentarios
(obtención de proteínas), sin embargo existen
escasos estudios en los cuales se evalúe el efecto
del CO2 sobre el crecimiento poblacional de las
microalgas. Por lo cual, el objetivo del trabajo fue
evaluar la cantidad y tiempo adecuado de ingreso
de CO2 a seis cepas de microalgas marinas, con la
finalidad de incrementar la densidad celular.
Microorganismos seleccionados y métodos de cultivo Se emplearon seis cepas de microalgas, de cepas nativas del Perú, Isochrysis galbana IMP-LBA-011 y Nannochloropsis spp.
IMP-LBA-009 y cepas cosmopolitas como Nannochloropsis oceánica (Np), Chaetoceros gracilis (Chg), Phaeodactylum tricornutum (Ph) y Nannochloris maculata (Na). Las cuales fueron proporcionadas por el Banco de Germoplasma de Organismos Acuáticos y el Laboratorio de cultivo de microalgas del Instituto del Mar del Perú (IMARPE).Análisis de datos
Los parámetros abióticos (Temperatura (°C)
y Luminosidad (Lux/m2)) de las condiciones
ambientales del invernadero, y los parámetros
abióticos de los cultivos (Temperatura (°C) y
pH), fueron evaluados por promedios simples y
desviación estándar, con la finalidad de determinar
su variabilidad y los posibles efectos sobre los
cultivos microalgales.
Los datos del conteo celular (Densidad celular)
fueron relacionados con los días de cultivo,
mediante la ecuación de una regresión lineal, de los
cuales se obtuvieron los valores de las pendientes
de crecimiento (PCC). El parámetro pendiente, es
el razón entre el incremento de Y y el incremento
de X de la curva, nos permitió relacionar el tiempo
con el número de microorganismos en la muestra.
Análisis estadístico
Se evaluó la normalidad de los datos mediante la
prueba de Kolmogorov Sirmov, y la homogeneidad
de varianza mediante la prueba de Cochran. Para el
análisis de los promedios simples de Temperatura
y pH se utilizó análisis de la varianza (ANDEVA), y
test de Tukey. Se consideró un nivel de significancia
de 0,05 para todas las pruebas y se utilizaron los
programas estadísticos Minitab 16 (Minitab ®
Statistical Software, Pennsylvania, USA) y Systat 12
(Systat Software, San Jose, CA) para Windows 7.
Se realizó una regresión lineal a los datos diarios
de conteo celular, las pendientes nos indicaron
la tendencia del crecimiento, posterior a ello, se
correlacionó PCC de las ecuaciones halladas con
los TI CO2, para lo cual se usó la hoja de cálculo
EXCEL 2010.
Acondicionamiento y cultivo masivo
El cultivo masivo de las diferentes cepas mantiene
el mismo nivel de respuesta con relación a
Temperatura y Luminosidad dentro del invernadero,
independiente del tiempo en que fueron cultivados.
La temperatura dentro del invernadero, tuvo un
rango de variación de 31 a 39°C. Mientras, el
flujo de intensidad lumínica tuvo un rango 2158
a 26353 lux/m2, se presentan los promedios en
la Tabla 1.
Respecto a los cultivos, no se observaron variaciones
significativas en las variables de Temperatura y pH
(p = 0,09 y p = 0,134, respectivamente), el rango
de variación fue 7,6 - 8,7 para pH y 21,1 - 31,0°C
para Temperatura. La variación de pH, durante la
inyección de CO2, tendió hacia la acidez, en un
rango de 8,7 a 4,0 como mínimo en un lapso de 15
minutos para luego retornar a los valores promedios
(entre 7 y 9). Esta variación no alteró el desarrollo
celular, por el contrario, los cultivos permanecieron
libres de contaminantes (protozoarios).
Impacto del CO2 sobre los cultivos microalgales Se observa una relación inversa, ya que la PPC, disminuye a medida que aumenta el TI CO2, de acuerdo a la curva sigmoidal de orden 3 (regresión polinómica) (Figuras 1 y 2). Las cepas Nannochloropsis spp. IMPLBA- 009, Isochrysis galbana IMPLBA- 011, Nannochloropsis oceánica (Np) y Phaeodactylum tricornutum (Ph), tienen una mayor pendiente de crecimiento sometidos a 5min de inyección de CO2, logrando triplicar y hasta quintuplicar los valores de la pendiente, en el caso de Nannochloropsis spp. IMPLBA- 009 y Phaeodactylum tricornutum (Ph), respectivamente, mejorando la densidad celular hasta un 30% (Figura 1a, 1b, 1c y 1d, respectivamente).
A diferencia de las cepas Nannochloris maculata (Na) y Chaetoceros gracilis (Chg), las cuales obtienen la mayor pendiente en los 10 y 15min respectivamente, duplicando los valores de las pendientes, con lo cual se mejora la densidad celular hasta un 20% (Figura 2a y 2b, respectivamente).
El suministro en masa del carbono a los sistemas
de cultivo son las principales dificultades y
limitaciones que deben ser resueltos [39]. El punto
de todas las consideraciones, a tener en cuenta,
es que el CO2 no debe llegar a la concentración
superior que produce la inhibición, y por otra parte,
nunca debe caer por debajo de la concentración
mínima que limita el crecimiento. Sin embargo,
estas concentraciones máximas (inhibición) y
mínimas (limitación) varían de una especie a otra y
no se conocen adecuadamente [40-42].
Roncarati et al. [43] señalan la importancia de
suministrar el CO2 a los cultivos en cantidades
adecuadas, ya que es un donador potencial de
átomos de carbono, necesarios para la síntesis
de compuestos orgánicos y que se refleja
también en el perfil bioquímico. Para obtener altas
productividades en el cultivo de microalgas, el
suministro de CO2 es sumamente importante, ya
que contrario a las plantas, el CO2 atmosférico
no satisface los requerimientos necesarios para
su crecimiento. La concentración de CO2 en la
atmósfera es de 0,03 - 0,06% (0,36mg/ml) y la
mayoría de las microalgas pueden tolerar
niveles más elevados de CO2, por lo general
hasta 150mg/ml [44].
De acuerdo a los resultados de este estudio, se
observa que la pendiente (PCC) de la regresión
lineal es inversamente proporcional al tiempo de
inyección de CO2 (TI CO2). La mayor pendiente
de crecimiento en las diferentes cepas, se obtuvo
entre los 5 y 15 minutos. Lo que indicaría que no
se necesita excesos de CO2 dentro del cultivo,
es muy probable que las microalgas fijen o usen
únicamente cierta cantidad de CO2, se puede
pensar que no es tan alto. Además, se encontró
una incidencia muy positiva al inyectar CO2 puro
en un cultivo de microalgas; se observa que en un
periodo corto de solo 3 días se duplicó, triplicó y
hasta quintuplicó la pendiente de crecimiento en
prácticamente todos los cultivos, en comparación
con los cultivos sin inyección de CO2. Entonces, al
aumentar la pendiente, aumentará la productividad,
como se ha demostrado a escala experimental en
tratamientos de aguas residuales, un aumento de
más del doble [45-48]. Aunque, se ha comprobado
que las microalgas desarrollan sus mayores
tasas de crecimiento entre 1 y 5% de CO2 y que
concentraciones por encima del 5% afectarían a su
velocidad de crecimiento [49,50].
Ciertas especies experimentan sus crecimientos
óptimos por encima del 5% de CO2, como por
ejemplo Chlorella sp. RK-1 que lo logra al 10%
[51] o Chlorococcum littorale, al 20% [52]. Pero
también se ha reportado que Chlorella sp. se
puede cultivar bajo 40% de CO2 [53]. Además,
Maeda et al. [54] encontró una cepa de Chlorella
sp. T-1 que podría crecer en 100% de CO2, aunque
la tasa de crecimiento máxima se produjo bajo una
concentración de 10%. Otra cepa de Chlorella sp.
puede crecer en cultivos enriquecidos con CO2
al 10%, 40% y 100%, pero la tasa máxima de
crecimiento, también fue en la concentración de
10% [54-56]. De igual manera Scenedesmus sp.
podría crecer en cultivos enriquecidos hasta con
80% de CO2 [53], sin embargo las mejores biomasas
celulares se dan con el 20% de concentración de
CO2. Chlorococcum littorale podría crecer bajo 60%
de CO2 utilizando la técnica de la adaptación gradual
[57]. Cepas del genero Caldarium y Cyanidium [58]
y algunas otras especies de Cyanidium pueden
crecer en CO2 puro [59].
Hoy en día, en una instalación real de biofijación
de CO2 con microorganismos fotótrofos no sería
necesario ni rentable trabajar con altas inyecciones
de CO2 que acidifiquen el medio y que requieran
especies específicas de ambientes ácidos, sino que
se operará en las condiciones que normalmente
favorecen el crecimiento del microorganismo.
Porque, de acuerdo a Gómez y James [60], la
fijación de CO2 dentro del cultivo no depende de los
tiempos de inyección de éste, ya que se comprobó
que no necesariamente inyectar CO2 en exceso
o constantemente en pequeñas concentraciones
implica que este sea captado en su totalidad por
los microorganismos.
Se comprobó también que a pesar del potencial para
acidificar el medio que tiene el CO2 inyectado puro,
el pH alcanza un equilibrio en el cultivo, sin llegar
a ser perjudicial para las microalgas, demostrando
que pueden tolerar altas concentraciones de CO2,
lo que se debe al ajuste anatómico estructural
y redistribución de ciertos orgánulos celulares
que pueden realizar [22]. Por ejemplo, algunas
microalgas cultivadas solo con aireación constante
(baja concentración de CO2) se observa los
pirenoides con muchos más gránulos de almidón,
que aquellas cultivadas con aire enriquecido con
CO2, también se ha observado que los cloroplastos
se encuentran cerca de la membrana plasmática y
con envoltura eléctrica más densa, a diferencia de
las cultivadas con más CO2, donde los cloroplastos
se encuentran en la zona central, y es la membrana
plasmática que tiene efecto eléctrico más denso
[22]. Otros organismos en similares condiciones
no podrían sobrevivir, por ejemplo Euglena
gracilis, que fue cultivada en dos concentraciones
de CO2, se observó el mayor crecimiento con la
concentración de 5% y no hubo crecimiento en
45% [61], estas características explicarían porque
durante los cultivos realizados no se observó la
presencia de ningún contaminante (Protozoarios).
Entre los principales factores que influyen el
desarrollo microalgal, está la temperatura e
iluminación, los cuales tienen un efecto sobre la
actividad fotosintética, el contenido de pigmentos,
velocidad de crecimiento y composición química
de la microalga [62]. En las pruebas realizadas
en condiciones de invernadero por un periodo de
tres días y en diferentes tiempos, se observa que
las condiciones abióticas tanto del invernadero
(Temperatura y Luminosidad) y de los cultivos
(Temperatura y pH), cuyos datos fueron tomados
previos a la inyección del CO2, no existen diferencias
significativas, lo cual indica que no afectarían al
desarrollo de las microalgas.
Como lo demuestran los estudios por ejemplo,
Raghavan et al. [63] evaluaron el efecto de la
temperatura y la salinidad sobre el crecimiento
y composición de la diatomea Chaetoceros
calcitrans, no evidenciaron variación en el
crecimiento celular, pero si en el contenido
lipídico, que fue mayor a temperaturas entre 20
y 25°C y que disminuyó al aumentar la salinidad.
Converti et al. [64], realizaron experimentos con
Nannochloropsis oculata y Chlorella vulgaris,
demostrando, a temperaturas superiores a los 35°C
se vio una disminución en la tasa de crecimiento
de las microalgas, pero a temperaturas en rangos
de 30 y 15°C, no se observa este efecto, pero el
contenido de lípidos varía entre especies. Y otras
como del género Scenedesmus crecen mejor en
el rango de 25 a 35°C, algunas mostrando sus
óptimos incluso a 40°C [53,54,65-67].
Al considerar los resultados de los estudios
descritos anteriormente, parecería que las
concentraciones elevadas de CO2 no son
perjudiciales para el cultivo microalgal. De
hecho, sugiere que los enormes aumentos en la
concentración de CO2 a veces pueden conducir
a un enorme aumento en el crecimiento de las
microalgas. A los efectos de la captura de CO2,
el uso de microalgas es una tecnología única. De
hecho las microalgas están en la parte superior de
las opciones por su excepcional eficiencia en la
conversión de energía, el tamaño de eliminación
de CO2 y la utilidad de sus subproductos [68,69].
La tecnología de producción de energía alternativa,
que hoy en día es respetuoso del medio ambiente,
trabaja bajo concentraciones limitadas de O2, y
una amplia gama de condiciones térmicas y de luz,
solo es necesario seleccionar el tipo adecuado de
microalgas y luego adaptarlas a concentraciones
adecuadas de CO2 para tener el potencial de
producir subproductos útiles.
La regulación de la cantidad de carbono suministrado afecta positivamente la densidad celular. De acuerdo a la corta experiencia de estas pruebas y los periodos estacionales dentro de los cuales se han llevado a cabo, han demostrado que el rango de inyección de CO2 para nuestros cultivos y condiciones de trabajo, tiene que estar dentro de los 5 y 15min de inyección, en tres raciones (mañana, mediodía y tarde), con lo cual se podrá mejorar hasta un 30% en el crecimiento celular. Estos resultados representan un avance importante en la producción de cultivos microalgales, ya que abre las posibilidades para mejorar la producción total de biomasa mientras se reducen costos operacionales y tiempos de producción, además permite desarrollar estrategias para acoplar la producción de diferentes metabolitos (ya sea para la obtención de biocombustibles como biodiésel u otros elementos) con la captura de CO2.
[1] Ferreira L, Rodrigues M, Converti A, Sato S, Carvalho J. Arthrospira platensis (Spirulina) cultivation in tubular photobioreactor: Use of no-cost CO2 from ethanol fermentation. Appl. Energy. 2012;92:379-85.
[2] Wackett L. Microbial-based fuels: science and technology. Microb Biotechnol. 2008;1:211-25.
[3] Skjanes K, Lindblad P, Muller J. BiOCO2 - a multidisciplinary, biological approach using solar energy to capture CO2 while producing H2 and high value products. Biomol Eng. 2007;24:405-13.
[4] Pulz O, Gross W. Valuable products from biotechnology of microalgae. Appl Microbiol Biotechnol. 2004;65:635-48.
5] Um B, Kim Y. Review: A change for Korea to advance algal-biodiesel technology. J. Ind. Eng. Chem. 2009;15(1):1-7.
[6] Šoštarie M, Golob J, Bricelj M, Klinar D, Pivec A. Studies on the growth of Chlorella vulgaris in culture media with different carbon sources. Chem. Biochem. Eng. 2009;23(4):471-7.
[7] Costa J, Linde G, Atala D, Mibielli G. Modelling of growth conditions for cyanobacterium Spirulina platensis in microcosms. World J. Microbiol Biotechnol. 2000;16(1):15-8.
[8] Crutzen P, Mosier A, Smith K, Winiwarter W. N2O release from agro-biofuel production negates global warming reduction by replacing fossil fuels. Atmos. Chem. Phys. 2008;8:389-95.
[9] De Morais M, Costa J. Biofixation of carbon dioxide by Spirulina sp. and Scenedesmus obliquus cultivated in a three-stage serial tubular photobioreactor. J. Biotechnol, 2007;129:439-45.
[10] Jeong L, Gillis J, Hwang J. Carbon dioxide mitigation by microalgal photosynthesis. Bull. Korean. Chem. Soc. 2003;24(12):1763-6.
[11] Hughes E, Benemann J. Biological fossil CO2 mitigation. Energy. Convers. Manage. 1997;38:467-73.
[12] Oswald W, Golueke C. Biological transformation of solar energy. Adv. Appl. Microbiol. 1960;11:223- 262.
[13] Benemann JR, Weissman JC, Koopman BL, Oswald WJ. Energy production by microbial photosynthesis. Nature. 1977;268(5615):19-23.
[14] Sheehan J, Dunahay T, Benemann J, Roessler P. A look back at the US Department of Energy's aquatic species program-Biodiesel from algae (NREL/TP-580-24190). Golden, CO: National Renewable Energy Laboratory (NREL), US DOE;1998.
[15] Benemann J. Biofixation of CO2 and greenhouse gas abatement with algae - technology roadmap. Report No. 7010000926. Morgantown, United States: Prepared for the U.S. Department of Energy National Energy Technology Laboratory; 2003.
[16] National Energy Technology Laboratory. Recovery and sequestration of CO2 from stationary combustion systems by photosynthesis of microalgae. Pittsburgh, Estados Unidos: Nakamura T; 2004.
[17] Bayless, D, Kremer, G, Vis-Chiasson, M, Stuart, B, Shi, L. Photosynthetic CO2 Mitigation Using a Novel Membrane-Based Photobioreactor. J. Environ. Eng. Manag. 2006;16(4):209-15.
[18] Usui N, Ikenouchi M. The biological CO2 fixation and utilization project by RITE (1) - highly effective photobioreactor systems. Energy Conserv. Mgmt. 1996;38:S487-92
[19] Ikuta Y, Weissman J. Carbon dioxide utilizationmicroalgae. Technology. 2000;75:137-45.
[20] Nakajima Y, Ueda R. The effect of reducing light-harvesting pigment on marine microalgal productivity. J. App. Phycol. 2000;12:285-90.
[21] Matsumoto H, Hamasaki A, Sioji N, Ikuta Y. Influence of CO2, SO2, and NO in Flue Gas on Microalgae Productivity. J. Chem. Eng. 1997;30(4):620-24.
[22] Papazi A, Makridis P, Divanach P, Kotzabasis K. Bioenergetic changes in the microalgal photosynthetic apparatus by extremely high CO2 concentrations induce an intense biomass production. Physiol. Plant. 2008;132(3):338-49.
[23] Hodaifa G, Martinez M, Sanchez S. Daily doses of light in relation to the growth of Scenedesmus obliquus in diluted threephase olive mill wastewater. J. Chem Technol Biotechnol. 2009;84:1550-8.
[24] Pulz O. Photobioreactors: production systems for phototrophic microorganisms. Appl Microbiol Biotechnol. 2001;57(3):287-93.
[25] Fadhil S. Microalgae tolerance to high concentrations of carbon dioxide: A review. J. Environment. Protection. 2011;2:648-654.
[26] Chiu S, Kao C, Chen C, Kuan T, Ong S, Lin C. Reduction of CO2 by a high-density culture of Chlorella sp. In a semicontinuous photobioreactor. Bioresour. Technol. 2008;99(9):3389-96.
[27] Babcock R, Malda J, Radway J. Hydrodynamics and mass transfer in a tubular air-lift photobioreactor. J. Appl. Phycol. 2002;14:169-14.
[28] Morita M, Watanabe Y, Okawa T, Saiki H. Photosynthetic productivity of conical helical tubular photobioreactors incorporating Chlorella sp. under various culture medium flow conditions. Biotechnol. Bioeng. 2001;74(2):136-44.
[29] Merchuk J, Gluz M, Mukmenev I. Comparison of photobioreactors for cultivation of the red microalga Porphyridium sp. J. Chem. Technol. Biotechnol. 2000;75(12):1119-26.
[30] Lee Y, Pirt S. CO2 absorption rate in an algal culture: effect of pH. J. Chem. Tech. Biotechnol.1984;34(1):28-32.
[31] Keffer J, Kleinheinz G. Use of Chlorella vulgaris for CO2 mitigation in a photobioreactor. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2002;29:275-80.
[32] Iwasaki I, Hu Q, Kurano N, Miyachi S. Effect of Extremely High-CO2 Stress on Energy Distribution Between Photosystem I and Photosystem II in a High-CO2 Tolerant Green Alga, Chlorococcum littorale and the Intolerant Green Alga Stichococcus bacillaris. J. Photochem. Photobiol. B. 1998;44(3):184-90.
[33] Murakami M, Ikenouchi M. The biological CO2 fixation and utilization by RITE (2) Screening and breeding of microalgae with high capability in fixing CO2. Energy Conv. Manag. 1997;38:S493-7.
[34] Vinod K. Feels algae are not yet ready for primetime?. Oilgae. Disponible en: http://www.oilgae.com/blog/2008/10/vinod-khosla-feelsalgae-arenot-yet.html. Acceso el 20 de octubre del 2014.
[35] Sierra E, Acien F, Fernadez J, Garcia J, Gonzalez C, Molina E. Characterization of a flat plate protobioreactor for the production of microlagae. Chem. Eng. J. 2008;138:136-147.
[36] Zhang K, Kurano N, Miyachi S. Optimized aeration by carbon dioxide gas for microalgal production and mass transfer characterization in a vertical flat-plate photobioreactor. Bioproc. Biosyst. Eng. 2002;25:97-101.
[37] Jeong Y, Ishida K, Ito Y, Okada S, Murakami M. Bacillamide, a novel algicide from the marine bacterium, Bacillus sp. SY-1 against the harmful dinoflagellate, Cochlodinium polykrikoides. Tetrahedron Lett. 2001;4:8005-7.
[38] Douskova I, Doucha J, Livansky K, Machat J, Novak P, Umysova D, Zachleder V, Vitova M. Simultaneous flue gas bioremediation and reduction of microalgal biomass production costs. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009;82:179-85.
[39] Benemann J, Tillet D, Weissman J. Microalgae biotechnology. Trends in Biotechnology. 1987;5:47-53.
[40] Coleman J. The molecular and biochemical analyses of CO2-concentrating mechanisms in cyanobacteria and microalgae. Plant Cell Environ. 1991;14:861-7.
[41] Miller A, Espie G, Canvin D. Physiologicalaspects of CO2 and HCO3 - transport by cyanobacteria - a review. Can J Bot Rev Can Bot. 1990;68:1291-302.
[42] Badger M, Price G. Carbonic-anhydrase activity associated with the Cyanobacterium synechococcus PCC7942. Plant Physiol. 1989;89:51-60.
[43] Roncarati A, Meluzzi A, Acciarri S, Tallarico N, Melotti P. Fatty Acid of Different Microalgae Strains (Nannochloropsis sp., Nannochloropsis oculata (Droop) Hibberd, Nannochloropsis atomus Butcher and Isochrysis sp.) According to the culture Phase and the Carbon Dioxide Concentration. J. World Aquacult. Soc. 2004;35(3):401-11.
[44] Brennan L, Owende P. Biofuels from microalgae - A review of technologies for production, processing and extractions of biofuels and co-products. Renew. Sustainable Energy Rev. 2010;14:557-577.
[45] Mann G, Schlegel M, Schumann R, Sakalauskas A. Biogas-conditioning with microalgae. Agron. Res. 2009;7(1):33-8.
[46] Park J, Craggs R, Shilton A. Recycling algae to improve species control and harvest efficiency from a high rate algal pond. Water Res. 2011;45:6637-49.
[47] Martínez L. Eliminación de CO2 con microalgas autóctonas (Tesis Doctoral) León, España: Instituto de Recursos Naturales Universidad de León; 2008.
[48] Mendoza H, De la Jara A, Portillo E. Planta piloto de cultivo de microalgas: Desarrollo potencial de nuevas actividades económicas asociadas a la biotecnología en Canarias. España: Gráficas Tenerife S.A. 2011.
[49] Nielsen M. Photosynthetic characteristics of the Coccolithophorid Emiliania huxleyi (Prymnesiophyceae) exposed to elevated concentrations of dissolved inorganic carbon. J. Phycol. 1995;31:715-9.
[50] Myers J. Growth characteristics of algae in relation to the problems of mass culture. In: Algal culture from laboratory to pilot plant, J.S. Burlew (Ed.), Carnegie Institution of Washington, Washington, DC.1953.
[51] Sung K, Lee J, Shin C, Park S, Choi M. CO2 fixation by Chlorella sp. KR-1 and its cultural characteristics. Biores. Biotechnol. 1999;68:269-73.
[52] Kurano N, Ikemoto H, Miyashita H, Hasegawa T, Hata H, Miyachi S. Fixation and Utilization of Carbon Dioxide by Microalgal Photosynthesis. Energy Conversion and Management. 1995;36(6-9):689-92.
[53] Hanagata N, Takeuchi T, Fukuju Y. Tolerance of Microalgae to High CO2 and High Temperature. Phyto-chemistry. 1992;31(10):3345-8.
[54] Maeda K, Owada M, Kimura N, Omata L Karube I. CO2 Fixation from the Flue Gas on Coalfired Thermal Power Plant by Microalgae. Energ. Convers. Manage. 1995;36(6-9):717- 20.
[55] Hirata S, Taya M, Tone S. Characterization of Chlorella Cell Cultures in Batch and Continuos Operations under a Photoautotrophic Condition. J. Chem. Eng. of Japan. 1996a;29(6):953-9.
[56] Hirata S, Hayashitani M, Taya M, Tone S. Carbon Dioxide Fixation in Batch Culture of Chlorella sp. Using a Photobioreactior with a Sunlight-Collection Device. J. Mar. Biotechnol. 1996b;81(5)470-2.
[57] Kodama M, Ikemoto H, Miyachi S. A new species of highly CO2-tolreant fast-growing marine microalga suitable for high-density culture. J Mar Biotechnol. 1993;1:21-5.
[58] Seckbach J, Gross H, Nathan M. Growth and photosynthesis of Cyanidium caldarium cultured under pure CO2. Israel J. of Bot. 1971;20:84-90.
[59] Graham L, Wilcox L. Algae. Estados Unidos: Prentice-Hall, Inc; 2000.
[60] Gomez A, Jaimes N. Estudio de la incidencia del suministro de CO2 en el crecimiento de las microalgas en un fotobiorreactor a escala laboratorio (Proyecto de pregrado) Bucaramanga, Colombia: Universidad Industrial de Santander; 2010.
[61] Nakano Y, Miyatake K, Okuno H, Hamazaki K, Takenaka S, Honami N, Kiyota M, Aiga I, Kondo J. Growth of Photosynthetic Algae Euglena in High CO2 Conditions and Its Photosynthetic Characteristics. Acta Horticulturae. 1996;440(9):49-54.
[62] Renaud S, Zhou H, Parry D, Loung-Van T, Woo K. Effect of temperature on the growth, total lipid content and fatty acid composition of recently isolated tropical microalgae Isochrysis sp. Nitzschia closterium, Nitzschia paleacea, and commercial species Isochrysis sp. J. Appl. Phycol. 1995;7(6):595-602.
[63] Raghavan G, Haridevi C, Gopinathan C. Growth and proximate composition of the Chaetoceros calcitrans f. pumilus under different temperature, salinity and carbon dioxide levels. Aquacult. Res. 2008;39(10):1053-8.
[64] Converti A, Casazza A, Ortiz E, Perego P, Del Borghi M. Effect of temperature and nitrogen concentration on the growth and lipid content of Nannochloropsis oculata and Chlorella vulgaris for biodiesel production. Chemical Eng. and Process. 2009;48:1146-51.
[65] Chang E, Yang S. Microalgae for biofixation of carbon dioxide. Bot. Bull. Acad. Sin. 2003;44:43- 52.
[66] Watanabe Y, Ohmura N, Saiki H. Isolation and determination of cultural- characteristics of microalgae which functions under CO2 enriched atmosphere. Energ. Convers. Manage. 1992;33:545-52.
[67] Yue L, Chen W. Isolation and determination of cultural characteristics of a new highly CO2 tolerant fresh water microalgae. Energ Convers Manage. 2005;46:1868-76.
[68] Li Y, Horsman M, Wu N, Lan C, Dubois-Calero N.Li Y, Horsman M, Wu N, Lan C, Dubois-Calero N. Biofuels from microalgae. Biotechnol Prog. 2008;24(4):815-20. ASAP Article, DOI 10.1021/ bp070371kS8756-7938(07)00371-2; 2008.
[69] Chisti Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnol. Adv. 2007;25:294-306.