Obtención y evaluación de un extracto enzimático de Aspergillus spp. para la sacarificación de almidón de yuca licuado
Publicado 2018-05-06
Palabras clave
- Glucoamilasa,
- Aspergillus,
- Sacarifcación,
- jarabes de glucosa
Cómo citar
Derechos de autor 2018 Revista ion
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Resumen
Comercialmente las enzimas de sacarificación son más costosas que las de licuefacción, por tal razón se buscan estrategias que permitan el suministro de estas enzimas a bajo costo. Los objetivos de este estudio fueron evaluar extractos enzimáticos sacarolíticos a partir de cepas nativas, seleccionar un extracto y determinar las mejores variables para la producción de jarabes de glucosa. Para ello, en trece hongos filamentosos aislados de yuca amarga Manihot sp. fueron evaluadas la actividad sacarolítica, la hidrólisis de maltosa, la producción de glucosa y la formación de biomasa bajo condiciones de fermentación sumergida. El aislamiento identificado como Aspergillus A1 fue seleccionado por presentar la más alta actividad volumétrica (0,09UI.L-1). Durante la fermentación en estado sólido se corroboró la presencia de proteínas mediante el método de electroforesis SDS-PAGE y se evidenció una banda de mayor intensidad con peso molecular entre 60 y 70 kDa. Para el extracto enzimático de Aspergillus A1 se determinó que las mejores condiciones experimentales de sacarificación, con el uso de maltosa como sustrato, fueron pH 4,0, temperatura 55,0 °C, y sin agitación. Igualmente en la evaluación del efecto de los cofactores Cu2+, K+, Mg2+ y Na+ en concentraciones de 1 mM, se observó que todos incrementan la actividad enzimática especialmente el Mg2+ , el cual la aumenta en 1,32 UI.mg-1 (32,4%). La estabilidad térmica de la proteína a 55,0°C fue de 120 minutos. La capacidad sacarolítica del extracto enzimático fue confirmada usando como sustrato almidón de yuca amarga licuado.
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Referencias
[2] Sorapipatana C, Yoosin S. Life cycle cost of ethanol production from cassava in Thailand. Renew sust energ rev. 2011;15:1343–9.
[3] Shanavas S, Padmaja G, Moorthy S, Sajeev M, Sheriff J. Process optimization for bioethanol production from cassava starch using novel eco-friendly enzymes. Biomass Bioenerg. 2001;35:901–9.
[4] Hebeda R. Enzymes in Food Processing, 3 ed. San Diego, USA. Academic press; 1993.
[5] Johnson R, Padmaja G, Moorthy S. Comparative production of glucose and high fructose syrup from cassava and sweet potato roots by direct conversion techniques Innov. Food Sci. Emerg. Technol. 2009;10:616–20.
[6] Bertoldo C, Antranikian G. Starch-hydrolyzing enzymes from thermophilic archaea and bacteria. Curr Opin Chem Biol. 2002;6:151–60.
[7] Klanarong S, Kuakoon P, Sittichoke W, Siriluck N. The promise of a technology revolution in cassava bioethanol: from thai practice to the world practice Fuel. 2010;89:1333–8.
[8] Leveque E, Janecekc S, Hayea B, Belarbid A. Thermophilic archaeal amylolytic enzymes. Enzyme Microb. Technol. 2000;26:3–14.
[9] Sánchez C, Mejia C, Figueroa C, Esquivia M, Agudelo L, Zatapata N. Biospropección de microorganismos nativos amilolíticos. Vitae. 2004;2:8-17.
[10] Norouzian D, Akbarzadeh A, Scharer J, Young M. Fungal glucoamylases Biotechnol. Adv. 2006;24:80–5.
[11] Saldarriaga Y, Pineda F. Manual de Micología Aplicada, 1 ed. Medellin, Colombia. Universidad de Antioquia, 2001.
[12] Miller G. Use of DinitrosaIicyIic Acid Reagent for Determination of Reducing Sugar Anal Chem. 1959;31:426–8.
[13] Biosystems. Glucose oxidase protocol. Avaible in: http://www.biosystems.es/products/CLINICAL%20DIAGNOSTICS/Biochemistry/A U TO M AT E D % 2 0 S Y S T E M S / G l u c o s e /GLUCOSE-OXIDASE.
[14] Bradford M. A Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding Anal Biochem. 1974;72:248-54.
[15] Bhatti H, Rashid M, Nawaz R. Purification and characterization of a novel glucoamylase from Fusarium solani. Food Chem. 2007;103:338–43.
[16] Ruiz M, Sanchez C, Torrres R, Molina D. Enzymatic Hydrolysis of Cassava starch for production of bioethanol with a colombian wild yeast strain J. Braz. Chem. Soc. 2001;2:2337–43.
[17] Buchholz K, Seibel J. Industrial carbohydrate biotransformations Carbohyd. Res. 2008;343:1966–79.
[18] Wang Q, Wang X, Wang X, Ma H. Glucoamylase production from food waste by Aspergillus niger under submerged fermentation Process Biochem. 2007;43:280–6.
[19] Riaz M, Perveen R, Javed M, Nadeem H, Rashid M. Kinetic and thermodynamic properties of novel glucoamylase from Humicola sp. Enzyme Microb. Technol. 2007;41:558–64.
[20] O’Brien S, Wang Y. Susceptibility of annealed starches to hydrolysis by α-amylase and glucoamylase. Carbohyd. Polym. 2008;72:597–607.
[21] Rodríguez S, Sanromán M. Application of solid-state fermentation to food industry J. Food Eng. 2006;76:291–302.
[22] Singhania R, Patel A, Soccol C, Pandey A. Recent advances in solid-state fermentation Biochem. Eng. J. 2009;44:13-8.
[23] da Silva T, Maller A, de Lima A, Michelin D, Ward R, Hirata, I, Jorge J, Terenzi H, de Polizeli M. Properties of a purifie thermostable glucoamylase from Aspergillus niveus J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2009;36:1439–46.
[24] Bagheri A, Khodarahmi R, Mostafa A. Purification and biochemical characterisation of glucoamylase from a newly isolated Aspergillus niger: Relation to starch processing Food Chem. 2014;161:270–8.
[25] Slivinski C, Lopes A, Lulek J, Ayub R, de Almeida M. Biochemical Characterisation of a Glucoamylase from Aspergillus niger Produced by Solid-State Fermentation. Braz. Arch. Biol. Technol. 2001;54:559-68.
[26] Benassi V, Pasin T, Facchini F, Jorge J, De Moraes M. Novel glucoamylase activated by manganese and calcium produced in submerged fermentation by Aspergillus phoenicis. J Basic Microb. 2014;54:333-9.
[27] Sutthirak P, Dharmsthiti S, Lertsiri S. Effect of glycation on stability and kinetic parameters of thermostable glucoamylase from Aspergillus niger. Process Biochem. 2005;40:2821–6.